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Die künstliche Gensynthese ist eine Methode der synthetischen Biologie, die verwendet wird um künstliche Gene im Labor zu erstellen. Basierend auf der Oligonukleotidsynthese, unterscheidet sie sich insofern von molekularer Klonierung und Polymerase-Kettenreaktion (PCR), als der Anwender keine bereits existierende DNA benötigt. Somit ist es möglich, ein komplettes, doppelsträngiges DNA-Molekül (synthetische DNA) ohne Einschränkungen in Sequenz oder Länge herzustellen. Die Methode wurde verwendet, um funktionsfähige, bakterielle Chromosomen, die in etwa eine Million Basenpaare enthielten, herzustellen. Die erste Synthese eines kompletten Gens, eine Hefe-tRNA, wurde von Har Gobind Khorana und seinen Mitarbeitern 1972 vollbracht. Die Synthesen des ersten peptid- beziehungsweise proteinkodierenden Gens wurden jeweils in den Laboren von Herbert Boyer und Alexander Markham durchgeführt. Kommerzielle Gensyntheseaufträge werden inzwischen von zahlreichen Firmen weltweit bearbeitet, wobei einige sich speziell auf diesen Zweig der Genetik festgelegt haben. Die derzeitige Herangehensweise der Gensynthese ist meistens eine Kombination aus organischer Chemie und molekularbiologischen Techniken, wobei es sein kann, dass ganze Gene „de novo“, ohne bestehende DNA-Vorlage, synthetisiert werden. Gensynthese ist in vielen Feldern der rekombinativen DNA-Technologie ein wichtiges Instrument geworden. Die Synthese von Nukleotidbasen ist oft ökonomischer als klassisches Klonieren oder Mutationsmethoden.
Quellen: de.wikipedia.org
== Genoptimierung == Da die Möglichkeit, zunehmend längere DNA-Abschnitte akkurat und für immer geringere Preise herzustellen, immer mehr Nachfrage auf dem Gensynthesefeld hervorruft, wird immer mehr Aufmerksamkeit der Anpassung der Gene für spezielle Zwecke gewidmet. In der frühen Zeit der Genomsequenzierung wurde die Gensynthese als teure Quelle für cDNA verwendet. Diese wurde aus genomischer DNA oder partieller cDNA gewonnen, war aber schwierig zu klonieren. Als qualitativ höherwertige Quellen für cDNA aufkamen war diese Methode nicht mehr zwingend notwendig. Große Mengen an Proteinen aus natürlich vorkommenden Gensequenzen oder zumindest der proteinkodierenden Region des Gens, dem offenen Leserahmen, zu gewinnen, kann oft schwierig sein. Dies ist ein Problem, welches Inhalt verschiedener wissenschaftlicher Konferenzen war. Viele der von Molekularbiologen benötigten Proteine sind normal so reguliert, dass sie in Wildtyp-Zellen nur sehr geringfügig exprimiert werden. Durch angepasstes Design dieser Gene lässt sich die Genexpression in vielen Fällen verbessern. Aufgrund der Fehlertoleranz ist das Umschreiben des offenen Leserahmens bedingt möglich. So kann man bis zu einem Drittel der Basenpaare ändern, wobei nach wie vor das gleiche Protein produziert wird. Die Zahl möglicher Designs der DNA-Sequenz für ein bestimmtes Protein ist astronomisch. Für eine Proteinsequenz von 300 Aminosäuren gibt es über 10150 Codonkombinationen, die ein identisches Protein produzieren würden.
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Optimierungsmethoden, wie das Austauschen kaum verwendeter Codons durch eher übliche, haben manchmal drastische Wirkung. Des Weiteren können noch Optimierungen wie das Entfernen von Sekundärstrukturen genutzt werden. Im Fall von E. coli wird abschließend die Proteinexpression durch überwiegende Verwendung von Codons, passend zu tRNA, die Aminosäuren enthalten, die während Unterversorgung gespeichert werden, maximiert. Zur Bewältigung der Komplexität der verschiedenen gleichzeitigen Optimierungen werden inzwischen Computerprogramme verwendet. Ein gut optimiertes Gen kann die Proteinexpression um den Faktor 2 bis 10 verbessern. In manchen Fällen sind Verbesserungen um den Faktor 100 dokumentiert. Aufgrund der großen Anzahl von geänderten Nukleotiden ist die Gensynthese der einzig geeignete Weg, die umgeschriebenen Gene zu kreieren.
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=== Chemische Synthese von Oligonukleotiden === Oligonukleotide können chemisch synthetisiert werden, indem in einer Phosphoramidit-Synthese Nukloeosid-Phosphoramidite miteinander zur Reaktion gebracht werden. Diese Bausteine liegen zunächst geschützt vor, d. h. an ihre Amine, Hydroxygruppen und Phosphatgruppen sind Schutzgruppen gebunden, die während der Oligonukleotidsynthese nicht reagieren und hinterher entfernt werden. In jedem Syntheseschritt wird jedoch die jeweils nächste 5'-Hydroxygruppe des Produkts entschützt, damit das nächste Phosphoramidit hinzugefügt und eine neue Base sich anlagern kann. Die Kette wächst vom 3' zu 5' Ende, also genau umgekehrt zur Biosynthese. Da es sich um chemische Prozesse handelt, sinkt die Ausbeute an Oligonukleotiden mit der korrekten Sequenz mit der Sequenzlänge. Eine kleine Fehlerwahrscheinlichkeit in jedem Syntheseschritt summiert sich unweigerlich auf. Somit ist diese Technik eher zur Produktion von kurzen Sequenzen geeignet. Das augenblickliche Limit für Oligonukleotide mit ausreichender Qualität, die direkt für biologische Prozesse verwendet werden sollen, sind 200 bp. Mittels HPLC kann das Syntheseprodukt von falschen Sequenzen gereinigt werden. Wird eine große Zahl unterschiedlicher Oligonukleotide gleichzeitig auf ein Trägermaterial (z. B. Glas) synthetisiert, nennt man das Produkt „Genchip“.
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